حذف آمونیاک از پساب با استفاده از کنسرسیوم باکتری‌های بومی جداسازی شده از پساب پتروشیمی کرمانشاه

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد، گروه مهندسی شیمی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمانشاه، کرمانشاه، ایران.

2 دانشیار گروه مهندسی بهداشت محیط، دانشکده بهداشت، دانشگاه علوم پزشکی البرز،کرج، ایران*(مسوول مکاتبات).

3 استادیارگروه مهندسی شیمی، دانشکده فنی مهندسی، واحد کرمانشاه، دانشگاه آزاد اسلامی، کرمانشاه، ایران

چکیده

زمینه و هدف: نیتروژن آمونیاکی یکی از مهم ترین آلاینده­های محیط زیستی محسوب می­شود که میزان آن در پساب صنایع پتروشیمی خصوصاً واحدهای تولید کننده آمونیاک و اوره بالا می­باشد. در این مطالعه از روش بیولوژیکی با استفاده از کنسرسیوم باکتری­های بومی جداسازی شده از صنعت پتروشیمی برای حذف آمونیاک و نیترات استفاده شده است.
روش بررسی: مطالعه به صورت ناپیوسته انجام شده و اثر غلظت اولیه، pH و زمان ماند مورد بررسی قرار گرفته است. غلظت اولیه باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر 108×3CFU/ml در نظر گرفته شده است. میزان غلظت اولیه آمونیاک و نیترات 200-50 میلی گرم بر لیتر و زمان ماند 168-3 ساعت، pH های 5، 6، 7، 8 و 9 مورد بررسی قرار گرفت.
یافته­ها: نتایج نشان داد که باکتری­های بومی جداسازی شده از پساب پتروشیمی کرمانشاه با جمعیت میکروبیCFU/ml 108×3 در  pH8، قادر به حذف آمونیاک و نیترات با راندمان 5/99 درصد با غلظت اولیه تا 200 میلی گرم بر لیتر با زمان تماس 4 روز برای باکتری­های نیتریفایر و 6 روز برای باکتری­های دنیتریفایر بوده است.
بحث و نتیجه­گیری: باکتری­های بومی جداسازی شده توانایی بالایی جهت فرآیندهای نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون داشته­، لذا با استفاده از باکتری­های بومی جداسازی شده می­توان آمونیاک موجود در پساب تولیدی را با راندمان بالا حذف نمود و نیازهای استاندارد محیط زیستی مربوط به تخلیه پساب به محیط را فراهم نمود.

کلیدواژه‌ها


 

 

 

 

 

علوم و تکنولوژی محیط زیست، دورهنوزدهم، شماره سه، پاییز 96

 

  حذف آمونیاک از پساب با استفاده از کنسرسیوم باکتری­های بومی    جداسازی شده از پساب پتروشیمی کرمانشاه

 

مهدی گودینی[1]

حاتم گودینی[2]*

godini_h@yahoo.com

فرهاد سلیمی[3]

 

تاریخ دریافت:16/8/94

تاریخ پذیرش:24/9/94

 

چکیده

زمینه و هدف: نیتروژن آمونیاکی یکی از مهم ترین آلاینده­های محیط زیستی محسوب می­شود که میزان آن در پساب صنایع پتروشیمی خصوصاً واحدهای تولید کننده آمونیاک و اوره بالا می­باشد. در این مطالعه از روش بیولوژیکی با استفاده از کنسرسیوم باکتری­های بومی جداسازی شده از صنعت پتروشیمی برای حذف آمونیاک و نیترات استفاده شده است.

روش بررسی: مطالعه به صورت ناپیوسته انجام شده و اثر غلظت اولیه، pH و زمان ماند مورد بررسی قرار گرفته است. غلظت اولیه باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر 108×3CFU/ml در نظر گرفته شده است. میزان غلظت اولیه آمونیاک و نیترات 200-50 میلی گرم بر لیتر و زمان ماند 168-3 ساعت، pH های 5، 6، 7، 8 و 9 مورد بررسی قرار گرفت.

یافته­ها: نتایج نشان داد که باکتری­های بومی جداسازی شده از پساب پتروشیمی کرمانشاه با جمعیت میکروبیCFU/ml 108×3 در  pH8، قادر به حذف آمونیاک و نیترات با راندمان 5/99 درصد با غلظت اولیه تا 200 میلی گرم بر لیتر با زمان تماس 4 روز برای باکتری­های نیتریفایر و 6 روز برای باکتری­های دنیتریفایر بوده است.

بحث و نتیجه­گیری: باکتری­های بومی جداسازی شده توانایی بالایی جهت فرآیندهای نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون داشته­، لذا با استفاده از باکتری­های بومی جداسازی شده می­توان آمونیاک موجود در پساب تولیدی را با راندمان بالا حذف نمود و نیازهای استاندارد محیط زیستی مربوط به تخلیه پساب به محیط را فراهم نمود.

                             

واژه های کلیدی:حذفآمونیاک، باکتری­های بومی، زمان ماندpH، پساب صنایع پتروشیمی

 

J.Env. Sci. Tech., Vol 19, No.3, Autumn, 2017

 

 

 


Ammonia removal from effluent using isolated native bacteria from Kermanshah Petrochemical Industries effluent

 

Mehdi Gowdini[4]

Hatam Godini[5]*

godini_h@yahoo.com

Farhad Salimi[6]

 

Abstract

Background and purpose: Ammonia-Nitrogen is considered one of the environmental pollutants, these pollutants have high concentrations in petrochemical effluent specially, Ammonia and Urea plants. In this study, biological methods using native bacteria consertium isolated from petrochemical industry has been used for nitrate and ammonia removal.

Methods: This study has been carreid out in batch mode and the effects of initial concentrations; pH and retention time has been investigated. The initial concentrations of 3×108 CFU/ml of nitrifier and denitrifier bacteria has been used. An initial ammonia and nitrate concentrations of 50-200 mg/l         as well as the retention time 3-168 hours and  also pH 5,6,7,8 and 9 were studied.

Finding: The results showed that the native bacteria isoated from petrochemical industry with a population of 3×108 CFU/ml in pH 8 were able to remove ammonia and nitrate with a initial concentrations of 200 mg/l with 99.5% efficiency in a retention time 4 days for nitrifier, and 6 days for denitrifier bacteria.

Discussion and conclusion: The isolated native bacteria had a powerful effect in the nitrification and denitrification processes, so effluent ammonia can be removed with high efficiency by isolated native bacteria, and needs for environmental standards can be applied for effluent discharge.

 

Key words: Ammonia removal, Native Bacteria, Retention Time, Petrochemical Industries Effluent.

 

 

مقدمه


فعالیت­های صنعتی برخی از صنایع، تولید کننده‌ی مقادیر زیادی از ترکیبات آمونیاک می­باشند، از جمله این صنایع می­توان به صنایع پتروشیمی، صنایع شیمیایی، صنایع دارویی، صنایع تولید کننده‌ کود، صنایع غذایی، صنایع کاغذ سازی و صنایع تولید کننده کاتالیست اشاره نمود(1). روش­های مختلفی جهت حذف آمونیاک از پساب صنایع وجود دارد، این روش­ها شامل روش­های فیزیکی، شیمیایی و بیولوژیکی می­باشند. اما روش­های بیولوژیکی در حذف آلاینده­های صنعتی به عنوان روش­های سازگار با محیط زیست و اقتصادی شناخته شده می­باشند(2). یکی از مهم­ترین روش­هایی که امروزه جهت حذف نیتروژن آمونیاکی از پساب صنایع مورد توجه قرار گرفته، استفاده از روش­های بیولوژیکی با استفاده از فرآیندهای نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون می­باشد(3). در این روش، ابتدا در مرحله اول نیتریفیکاسیون، اکسیداسیون آمونیاک به نیتریت با استفاده از باکتری های گونه نیتروزوموناس[7] انجام می­شود و در مرحله دوم، اکسیداسیون نیتریت به نیترات توسط گونه­های نیتروباکتر[8] صورت می گیرد. در فرآیند دنیتریفیکاسیون، نیترات تولید شده در شرایط انوکسیک با استفاده از باکتری­های دنیتریفایر به نیتروژن تبدیل و حذف می­شود(3).

برخی از مطالعاتی که در چند سال اخیر انجام شده، نشان داده است که استفاده از باکتری­های بومی جداسازی شده از محیط، قادر به حذف غلظت­های بالایی از نیترات و آمونیاک از پساب خروجی می­باشد. رضایی و همکاران جداسازی یک باکتری نیتریفایر جدید با قابلیت حذف نیترات بالا را از پساب پتروشیمی انجام داده­اند. در این تحقیق، 6 گونه باکتری نیتریفایر از پساب پتروشیمی با استفاده از روش کشت، جداسازی و ایزوله شده است. در بین این باکتری­ها، باکتری سودوموناس استوتزری[9]  با قابلیت حذف 200 میلی گرم بر لیتر نیترات  با زمان ماند کمتر از 24 ساعت، بهترین باکتری دنیتریفایر بوده است(4). ژانگ و همکاران نیز با استفاده از باکتری  باسیلوس متیلو فیکوس ال هفت[10]، میزان نیتروژن آمونیاکی را از مقدار 140 میلی­گرم بر لیتر تا حدود 40 میلی­گرم بر لیتر کاهش داده­اند(5). سابومون حذف بی­هوازی آمونیاک در حضور مواد آلی را با استفاده از یک روش ابداعی مورد مطالعه قرار داد. مطالعات ناپیوسته انجام شده، نشان داده است که با روش هوازی می­توان آمونیاک را در حضور مواد آلی به نیترات اکسید نمود. در این راستا اکسیژن مورد نیاز برای اکسیداسیون آمونیاک از طریق فعالیت آنزیمی کاتالاز تأمین شده است. با انجام این فرآیند در مرحله دوم، دنیتریفیکاسیون نیز سریع تر اتفاق می­افتد. نتایج حاصل از این تحقیق که به صورت ناپیوسته انجام شده بود با آزمایشات مداوم نیز تأیید شده است(6). گیو و همکاران عملکرد رآکتور ناپیوسته متوالی برای انجام هم زمان نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون را در دمای 5 تا 30 درجه سانتی گراد مورد ارزیابی قرار داده­اند و نقش دما و میزان هوادهی در انجام این فرآیند مورد بررسی قرار گرفته است. نتایج حاصل از مطالعات آنان نشان داده است که این فرآیند بیولوژیکی می­تواند با کنترل پارامترهای بهره برداری به خوبی در حذف آمونیاک و نیترات مورد استفاده قرار گیرد (7). کلسکار و همکاران فرآیند نیتریفکاسیون جزیی، آنوماکس و دنیتریفیکاسیون را برای تصفیه پساب خروجی از یک صنعت کودسازی مورد بررسی قرار داده اند. در این مطالعه از یک کنسرسیوم باکتریایی در دمای 30 درجه سانتی گراد استفاده شده بود که این فرآیند قادر به حذف حدود 99 درصد آمونیاک از پساب خروجی بوده است(8). با توجه به اهمیت استفاده از فرآیندهای بیولوژیکی در حذف آمونیاک و نیترات از پساب­های صنعتی مورد نظر این تحقیق، استفاده از کنسرسیـوم باکتری­های بومی جداسازی شده از پساب پتروشیمی کرمانشاه برای حذف بیولوژیکی نیتروژن آمونیاکی در دو مرحله بوده است.

 

 

2- مواد و روش ها

2-1 جداسازی کنسرسیوم باکتری­های بومی نیتریفایر و دنیتریفایر از پساب پتروشیمی کرمانشاه

مواد و تجهیزات مورد نیازدر این تحقیق عبارتند از: 1) محیط کشت اختصاصی باکتری های نیتریفایر (9) شامل41/3 میلی­گرم بر لیتر سولفات منیزیم هفت آبه، 14/15 میلی­گرم بر لیتر سودااش، 50 میلی­گرم بر لیتر کلرید کلسیم دو آبه، 5/50 میلی­گرم بر لیتر سدیم هیدروژن فسفات، 6/75 میلی­گرم بر لیتر پتاسیم هیدروژن فسفات سه آبه، 5/0 میلی­گرم بر لیتر سولفات مس پنج آبه، 5/0 میلی­گرم بر لیتر کلرید آهن شش آبه و 5/0 میلی­گرم بر لیتر سولفات روی یک آبه2) محیط کشت باکتری های دنیتریفایر (10و2) شامل 10میلی­گرم بر لیتر دی سدیم ساکسینات شش آبه، 1 میلی­گرم بر لیتر پتاسیم هیدروژن فسفات دو آبه، 1 میلی­گرم بر لیتر نیترات سدیم، 2/0میلی­گرم بر لیتر کلرید پتاسیم، 2/0 میلی­گرم بر لیتر سولفات منیزیم هفت آبه و 1 میلی­گرم بر لیتر سولفات آهن، 3) مواد میکرونوترینت مورد استفاده جهت محیط کشت باکتری­های دنیتریفایر(10و2)  شامل 2/2میلی­گرم بر لیتر سولفات روی، 6/5 میلی­گرم بر لیتر کلرید کلسیم، 06/5 میلی­گرم بر لیتر کلرید منیزیم، 1/1 میلی­گرم بر لیتر هپتا مولیبدات آمونیوم[11]، 51/1 میلی­گرم بر لیتر سولفات مس، 61/1 میلی­گرم بر لیتر کلرید کبالت و 5 میلی­گرم بر لیتر اتیلن دی آمین تترا استیک اسید. از این محلول ساخته شده 4 سی سی به محیط کشت دنیتریفایر (یک لیتر) اضافه می شود، 4) مواد شیمیایی دیگری شامل هیدروکسید سدیم، اسید هیدروکلریک، معرف نسلر، نمک راشل، نیترات سدیم، کلرید آمونیوم و متانول. کلیه مواد شیمیایی مورد استفاده مربوط به شرکت مرک آلمان بوده که با درجه‌ خلوص آزمایش گاهی مورد استفاده قرار گرفته است، 5) مهم ترین تجهیزات مورد استفاده شامل شیکر، آب مقطرگیری، اسپکتروفتومتر[12]، آون ، اتوکلاو، انکوباتور، pH متر دیجیتالی، هود بیولوژیکی، DO متر دیجیتالی، ارلن مایر و دیش پلیت.

جهت جداسازی باکتری­های بومی نیتریفایر و دنیتریفایر از پساب و لجن پتروشیمی کرمانشاه 3 نمونه گرفته شد، سپس نمونه ها را با ظروف استریل در دمای 4 درجه سانتی گراد به آزمایش گاه انتقال و به محیط­های کشت اختصاصی باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر تلقیح نموده و محیط­های کشت تلقیح شده در دمای 27 درجه سانتی گراد به مدت یک هفته گرما گذاری شدند. نمونه های رشد کرده به صورت سریال رقت­های متوالی در محیط کشت آگار دار تلقیح گردیدند و مجددا در دمای 27 درجه‌ سانتی گراد انکوبه شدند تا کلنی های قابل رویت تشکیل شوند. کلنی های رشد کرده بعد از کشت مجدد جداسازی شده و جهت انجام مطالعات بعدی ذخیره گردیدند.

 

2-2- تهیه محلول ذخیره نیتروژن آمونیاکی و نیتراتی

برای تهیه 1 لیتر محلول ذخیره آمونیاکی با استفاده از کلرید آمونیوم، مقدار 819/3 گرم کلرید آمونیوم (که در دمای 100 درجه‌ سانتی گراد از قبل کاملا خشک شده است) را در مقداری آب مقطر حل کرده، سپس با اضافه کردن آب مقطر حجم آن را به 1 لیتر می رسانیم. جرم مولی کلرید آمونیوم 429/53 گرم می­باشد(11). هر میلی­لیتر از محلول تهیه شده دارای 1 میلی­گرم نیتروژن آمونیاکی می­باشد، بنابراین غلظت­های مورد نیاز را می­توان از محلول ذخیره ساخته شده تهیه نمود. برای تهیه‌ 1 لیتر محلول استاندارد نیتروژن نیتراتی با استفاده از نیترات سدیم، مقدار 3707/1 گرم نیترات سدیم را که از قبل در دمای 105 درجه‌ی سانتی گراد خشک شده است، با دقت وزن نموده و پس از حل کردن در آب مقطر به حجم 1 لیتر می رسانیم. این محلول دارای 226 میلی گرم نیتروژن نیتراتی می­باشد(11).

2-3- ساخت پساب های سنتتیک

  برای ساخت پساب با توجه به غلظت های مورد بررسی از محلول های ذخیره تهیه شده در مرحله قبل و با اضافه کردن اسید و یا قلیا برای تنظیمpH  مورد نظر استفاده شده است و در نهایت محلول ذخیره باکتریایی تهیه شده برای تنظیم جمعیت باکتریایی با غلظت  CFU/ml108×3 به کار گرفته شده است. برای تهیه محلول ذخیره باکتریایی، کلنی­های رشد کرده بر روی محیط­های کشت اختصاصی نیتریفایر و دنیتریفایر را در حالت استریل برداشت کرده و هر کدام از آن ها را در محیط­های کشت اختصاصی مایع (حجم هر کدام 400 سی سی تلقیح نموده و آن ها را در انکوباتور در دمای 27 درجه سانتی گراد انکوبه نموده تا کدورتی معادل لوله مک فارلند 1 (معادل CFU/ml108×3) تشکیل گردد سپس این محلول برای ذخیره در دمای 4 درجه سانتی گراد در یخچال نگه داری می شود.

2-4- روش­های اندازه گیری

برای اندازه گیری نیترات از روش اسپکتروفتومتری UV با مشتق ثانویه در طیف جذب 200 تا 250 نانومتر و انتخاب بزرگترین مشتق ثانویه در طول موج 220 تا 230 نانومتر استفاده شده است. در این حالت خطای ناشی از وجود مواد آلی در نمونه های مورد آزمایش حذف شده است. برای اندازه گیری نیتریت از روش رنگ سنجی با استفاده ازN-(1-naphthyl)- ethylendiamine استفاده شده است. برای اندازه گیری نیترات و نیتریت نمونه­ها قبل از آزمایش از فیلتر 45/0 میکرونی عبور داده شده است. برای اندازه گیری، آمونیاک از روش اسپکتروفتومتری مادون قرمز استفاده شده است. برای اندازه گیری pH از دستگاهpH  متر مدل 826 متروم سوئیس استفاده شده است(11). همه آزمایش ها سه بار تکرار شده اند و نتایج بیان شده برای میانگین سه بار آزمایش می­باشد.

2-5- روش انجام آزمایشات

انجام فرآیندهای نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون به صورت ناپیوسته و در ارلن مایرهای 200 میلی لیتری که هر ظرف حاوی 100 میلی لیتر نمونه بوده، بر روی شیکر انجام شده است. در این مطالعه برای بررسی متغیرهای موثر در نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون نظیر pH، غلظت­های اولیه آمونیاک و نیترات و زمان تماس از پساب­های سنتتیک استفاده شده است که بدین منظور اثرات pH در محدوده های pH 9-5 و غلظت اولیه50،100،150و200 میلی­گرم بر لیتر در زمان­های ماند 3 تا 168 ساعت مورد بررسی قرار گرفته است. پساب سنتتیک طوری تهیه شده که مشابه پساب صنعت پتروشیمی در محدوده­های غلظت مورد استفاده باشد. در این مطالعه غلظت اولیه باکتریایی و دما در همه آزمایشات ثابت و به ترتیب در محدوده CFU/ml108×3 و oC 3±28 (دمای محیط آزمایشگاه) بوده است. در فرآیندهای نیتریفیکاسیون، تامین اکسیژن به وسیله هوادهی با تأمین غلظت 4-3 میلی­گرم بر لیتر و در فرآیندهای دنیتریفیکاسیون تأمین منبع کربن به وسیله اضافه کردن متانول در غلظت 2 برابر غلظت نیتروژن محلول انجام شده است. در این مطالعه در مرحله اول اثر تغییرات pH برای غلظت­های متفاوت آمونیاک در طی زمان تماس 3 تا 168 ساعت برای فرآیند نیتریفیکاسیون مورد بررسی قرار گرفته است. سپس تغییرات pH برای غلظت­های متفاوت نیترات در طی زمان تماس 3 تا 168 ساعت در دنیتریفیکاسیون ارزیابی می شود. با توجه به بهترین pH به دست آمده برای حذف آمونیاک و نیترات، در مرحله بعد با pH ثابت (بهینه) اثر غلظت اولیه آمونیاک و نیترات در توانایی باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر (با غلظت اولیه CFU/ml108× 3 و دمای ثابت) در نیتریفیکاسون و دنیتریفیکاسیون به صورت میزان کاهش مقدار آلاینده­های فوق و راندمان عملکرد مورد ارزیابی قرار گرفته است.

3- نتایج

3-1- جداسازی کنسرسیوم باکتری های نیتریفایر و دنیتریفایر بومی

در شکل (1) کلنی­های رشد کرده از کنسرسیوم باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر بر روی محیط کشت آگار دار  نشان داده شده است. این شکل نشان می­دهد که باکتری­های بومی به خوبی بر روی محیط کشت رشد کرده اند. در این مرحله، از باکتری­های رشد کرده برداشت نموده و پس از تلقیح در محیط کشت مایع به مدت 7 روز در دمای 27 درجه سانتی گراد گرماگذاری شده و سپس در دمای 4 درجه سانتی گراد برای بخش­های مختلف مطالعه نگه داری شده است.

 

ب

 

 

الف

 

.

شکل 1- پلیت حاوی کلنی­های رشد کرده ازکنسرسیوم باکتری­های الف) نیتریفایر ب) دنیتریفایر

Figure 1. Plates containing grown clones of nitrifying (right) and Denitrifying(Left)  bacteria consertum


3-2- بررسی اثر pHبر میزان کاهش آمونیاک و نیترات


3-2-1- اثر pH بر میزان کاهش آمونیاک

در این تحقیق اثر pH های 5، 6، 7، 8 و 9 با غلظت های آمونیوم 50، 100، 150 و 200 میلی گرم بر لیتر  مورد مطالعه قرار گرفت که نتایج حاصل از این مطالعه در نمودار 1( الف، ب، ج و د) نشان داده شده است.

 

.

د

 

 

ج

 

 

 

نمودار1- اثر  pHبرکاهش بیولوژیکی آمونیاک (زمان ماند 168-3 ساعت، با استفاده ازکنسرسیوم باکتری های نیتریفایر بومی با غلظتCFU/ml108×3 برای غلظت­های اولیه آمونیاک الف) 50 ب) 100  ج) 150 و د) 200 میلی­گرم بر لیتر آمونیاک- نیتروژن

Figure 1. The effect of pH on ammonia biological  removal ( retention time of 3-168 h, using of native nitrifying bacteria consertium with 3×108 CFU/ml  for ammonia initial concentrations (a)50 (b)100 (c)150 , (d)200 mg/l NH4+-N

 

 

نتایج حاصل از مطالعه در pH­ های مختلف و در دمای ثابت 3±28 درجه‌ سانتی گراد، در مدت 7 روز نشان داده است که بیش ترین میزان کاهش آمونیاک در pH­ های 7 و 8 انجام گرفته است. کم ترین میزان کاهش مربوط به  pH5 بوده است. لذا در این مطالعه  pH8 به عنوان pH مناسب در نظر گرفته شده است.

3-2-2- اثر pH بر میزان کاهش نیترات

اثر pH­ های 5، 6، 7، 8 و 9 با غلظت های نیترات 50، 100، 150 و 200 میلی گرم بر لیتر  مورد مطالعه قرار گرفت. که نتایج حاصل از این مطالعه در نمودار 2 ( الف، ب، ج و د) نشان داده شده است.


 

 

 

نمودار 2- اثر  pHبر حذف بیولوژیکی نیترات (زمان 3-168 ساعت با استفاده از کنسرسیوم باکتری های دنیتریفایر با غلظت CFU/ml108×3) برای غلظت های اولیه نیترات الف)50 ب)100  ج)150 و د)200میلی گرم بر لیتر نیترات- نیتروژن

Figure 2. The effect of pH on nitrate biological removal (retention time of 3-168 h, using of denitrifying bacteria with 3×108 CFU/ml) for nitrate initial concentrations (a)50 (b)100 (c)150 , (d)200 mg/l NO3--N


نتایج حاصل از مطالعه اثر pH­ های مختلف بر میزان کاهش نیترات نیز نشان داده است که در pH­ های 7 و 8 بیش ترین میزان کاهش نیترات صورت گرفته است. در pH 5 میزان حذف نیترات کم بوده خصوصا زمانی که غلظت نیترات ورودی به 200 میلی­گرم بر لیتر رسیده است که در این pH نیترات بسیار ناچیزی کاهش یافته است. لذا مناسب ترین  pH برای حذف نیترات 7 و 8 در نظر گرفته شده است که در حالت کلی  در  pH8، باکتری­های دنیتریفایر بهترین عملکرد را دارا بوده است.

 

3-3- بررسی اثر غلظت اولیه در حذف آمونیاک ونیترات

برای بررسی اثر غلظت اولیه آمونیاک و نیترات و توانایی کنسرسیوم باکتری­های بومی جداسازی شده، میزان کاهش آمونیاک و نیترات در طی زمان­های ماند 168- 3 ساعت و با غلظت های50 ،150،100و 200 میلی گرم بر لیتر آمونیاک و نیترات ورودی در حالت ناپیوسته در دمای 3±28 درجه سانتی گراد،  pH8، با استفاده از منبع کربن خارجی متانول برای باکتری­های دنیتریفایر اندازه گیری گردید. نتایج حاصل از این اندازه گیری در نمودار 3(الف و ب) نشان داده شده است و بیان می کند که در ظروف حاوی باکتری­های نیتریفایر بعد از گذشت 4 روز بیش از 5/99 درصد آمونیاک به نیترات تبدیل شده است، بدون این که تجمع نیتریت در محیط وجود داشته باشد. از طرفی در ظروف حاوی باکتری­های دنیتریفایر، با گذشت 6 روز، بیش از 98 درصد نیترات حذف شده و اندازه­گیری­ها نشان داده است که هیچ گونه تجمع نیتریت در محیط وجود ندارد.

 


 

نمودار 3- میزان کاهش الف) آمونیاک ب) نیترات در بهره برداری ناپیوسته در غلظت های مختلف ورودی (دمای 28درجه‌ سانتی گراد، pH اولیه 8 و غلظت اولیه ‌باکتریاییCFU/ml108×3)

Figure 3. Reduction rate of ammonia( right) and nitrate( left) in batch process with inlet different concentrations ( 28 oC , initial pH 8 and bacteria initial concentrations with 3×108 CFU/ml )


مطالعه میزان حذف آمونیاک در حالت ناپیوسته به مدت 7 روز نشان داده است که با گذشت 3 روز از انجام فرآیند برای غلظت 50 میلی گرم بر لیتر، تبدیل کامل آمونیاک انجام شده است که برای 3 غلظت دیگر کم تر می­باشد. اما بعد از گذشت 4 روز برای تمامی غلظت­های ورودی تبدیل کامل صورت گرفته و بیش از 5/99 درصد آمونیاک به نیترات تبدیل شده است بدون این که هیچ گونه تجمع نیتریت در محیط وجود داشته باشد. از سویی با اندازه گیری میزان نیترات در ظرف حاوی باکتری­های دنیتریفایر در طی 7 روز نشان داده شده است که در روز اول فرآیند مقدار کمی از نیترات حذف شده ولی با گذشت 4 روز از انجام فرآیند مشاهده شده که مقدار قابل توجهی از نیترات حذف شده و در روز ششم و هفتم بیش از 5/99 درصد نیترات حذف شده بدون این که آلاینده دیگری در محیط وجود داشته باشد.

 

3-4- محاسبه راندمان حذف آمونیاک و نیترات

نتایج این تحقیق در بهره­برداری ناپیوسته در غلظت 200 میلی گرم بر لیتر آمونیاک ورودی و غلظت های پایین­تر انجام شده به خوبی نشان داده است که در   pH8  با گذشت زمان حدود 96 ساعت میزان کاهش آمونیاک و نیترات بسیار محسوس بوده و تا حد قابل قبولی کاهش یافته است. در نمودار(4) راندمان حذف آمونیاک و نیترات نشان داده شده است که برای دستیابی به حذف کامل آمونیاک و نیترات مدت زمان 96 ساعت نیاز است تا با راندمان بالای 5/99 درصد حذف آمونیاک و نیترات انجام گیرد.


 


 

نمودار 4- راندمان حذف الف) آمونیاک ب) نیترات در بهره برداری ناپیوسته در فرآیندهای نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون در غلظت­های مختلف آمونیاک  و نیترات ورودی (دمای 28درجه‌ سانتی گراد،pH  اولیه 8، غلظت اولیه‌ی باکتریایی 108×3 CFU/ml )

Figure 4. Removal efficiency ammonia(right) and nitrate( left) in batch process with nitrification and denitrification with inlet ammonia and nitrate different concentrations ( 28 oC , initial pH 8 and bacteria initial concentrations with 3×108 CFU/ml )

 

 

بحث و نتیجه­گیری

 

با توجه به نتایج مطالعه ناپیوسته، 1) مناسب ترین  pHبرای حذف بیولوژیکی نیتروژن آمونیاکی pH 8 بوده است، 2) زمان ماند مناسب برای حذف بیولوژیکی آمونیاک و نیترات 4 روز می­باشد، 3) با استفاده از کنسرسیوم باکتری های نیتریفایر و دنیتریفایرکه از پساب بومی جداسازی شده است، می­توان میزان بیش تری از آلاینده موجود را حذف نمود، زیرا این میکروارگانیسم­ها بیش تر با شرایط موجود سازگار شده اند و سمیت این آلاینده­ها برای آن ها کم تر می­باشد، لذا راندمان حذف 5/99 درصد حاصل شده است.

کاررا و همکاران نیز جهت حذف بیولوژیکی نیتروژن از ­pH­ هایی مشابه با این تحقیق استفاده نموده­اند. بدین منظور از  pH5/8-5/7 برای فرآیند نیتریفیکاسیون استفاده شده که مناسب ترین  pHحدود 5/7  بوده است. درpH  های بالاتر تعادل آمونیوم-آمونیاک به سمت آمونیاک پیش می­رود که آمونیاک آزاد به عنوان یک بازدارنده[13]‌ فرآیند محسوب می­شود. هم چنین برای انجام فرآیند دنیتریفیکاسیون pH برابر 5/7  مورد استفاده قرار گرفته است (2). فرآیند نیتریفیکاسیون نسبت به  pHبسیار حساس بوده و در  pHکم تر از 8/6 سرعت نیتریفیکاسیون به طور قابل ملاحظه ای کاهش می یابد. سرعت­های بهینه نیتریفیکاسیون درpH حدود 2/7-7 انجام می­شود(3). در برخی مطالعات مقدار بهینهpH برای فرآیند نیتریفیکاسیون 5/8 -5/7  ذکر شده است(11).

تران و همکاران برای حذف آمونیوم موجود در یکی از صنایع داروسازی ژاپن از محیط کشت اختصاصی برای جداسازی باکتری­های نیتریفایر استفاده نموده­اند که با توجه به نتایج به دست آمده در تحقیق نشان داده­اند که ترکیبات معدنی مورد استفاده جهت تهیه محیط های کشت باکتری­های نیتریفایر مناسب بوده است و کنسرسیوم باکتری­های جداسازی شده توانایی بالایی جهت حذف آلاینده را داشته است(9). علت بالا بودن راندمان نیز بومی بودن باکتری ها بوده است که با شرایط موجود سازگار شده­اند که با تحقیق انجام شده مشابهت دارد. گودینی و همکاران نیز از محیط کشت اختصاصی مشابه در این تحقیق با اندکی تغییرات، جهت کشت و جداسازی کنسرسیوم باکتری­های دنیتریفایر به منظور حذف نیترات از آب استفاده نموده اند که با توجه به مناسب بودن محیط کشت اختصاصی، میزان حذف نیترات در حد قابل قبولی بوده است و راندمان بالای 90 درصد حاصل شده است(12). ژنگ و همکاران شرایط عملیاتی روی حذف نیتروژن و N2Oدر فرآیند هم زمان نیتریفیکاسیون و دنیتریفیکاسیون را مورد ارزیابی قرار دادند. در این تحقیق دمای عملیاتی 3±28 درجه‌ سانتی گراد و pH2/0±5/7  بوده است که این شرایط به عنوان شرایط بهینه مد نظر قرار گرفته و از نظر عملیاتی شبیه به این تحقیق می­باشد(13). در تحقیق انجام شده توسط رویز نیز نشان داده شده است که در pH45/6-95/8 نیتریفیکاسیون کامل انجام می گیرد. در این گستره‌  pHانباشتگی نیتریت وجود نداشته و زمانی­که pH به کم تر از 45/6 و یا بیش تر از 95/8 می­رسد بازدارندگی نیتریفیکاسیون اتفاق می­افتد(14).

در ارتباط با اثرات تغییرات غلظت آمونیاک و نیترات، نتایج حاصل نشان داده است که با در نظر گرفتن شرایط موجود باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر قادر بوده­اند کاهش اساسی در غلظت های ورودی انجام داده و حتی راندمان­هایی در حدود 95 درصد و بالاتر را برای حذف آمونیاک و نیترات فراهم نمایند. با توجه به نتایج حاصله با استفاده از این روش تصفیه برای غلظت هایی تا 200 میلی گرم بر لیتر آمونیاک و نیترات می­توان پسابی را تولید نمود که دارای استانداردهای خروجی برای تخلیه به منابع آب های سطحی و محیط می­باشد(15).

دوری و همکاران نیز در یک مطالعه که برای فاضلاب صنعتی با غلظت بالای آمونیاک با استفاده از فرآیند ناپیوسته متوالی انجام داده اند، نشان داده اند که با باکتری های جداسازی شده از محیط توانایی بالایی برای حذف غلظت­هایی تا 500 میلی گرم بر لیتر آمونیاک با استفاده از یک گروه از باکتری­های آنوماکس به دست آمده است(16).

در این تحقیق، با توجه به این­که از کنسرسیوم باکتری­های نیتریفایر و دنیتریفایر بومی استفاده شده و جداسازی خالص گونه­های خاصی از باکتری ها انجام نشده است، لذا درصورتی که ایزوله سازی گونه های خالص باکتری ها انجام گردد، باکتری های نیتریفایر و دنیتریفایری که توانایی بیش تری جهت فرآیندهای مورد نظر دارند، مورد استفاده قرار می گیرند و نتایج حاصله با این تحقیق مقایسه می گردد. از طرفی با توجه به این که انجام فرآیندهای بیولوژیکی راندمان بالایی داشته و از نظر اقتصادی مقرون به صرفه هستند، لذا انجام مطالعات پایلوت و میدانی این تحقیق در فاضلاب­های صنعتی مختلف مورد مطالعه و بررسی قرار می گیرد.

استفاده از کنسرسیوم باکتری­های بومی نیتریفایر و دنیتریفایر در صنایع که به نحوی با ترکیبات نیتروژنی سروکار دارند، از جمله در صنایع شیمیایی، پتروشیمی و صنایع تولید کننده کاتالیست مورد استفاده قرار می گیرد. با توجه به این که این مطالعه در حالت ناپیوسته انجام شده است و میزان قابل توجهی از آمونیاک و نیترات حذف شده است، لذا پیشنهاد می­شود شرایط عملیاتی این مطالعه نظیر دما،  pHو زمان ماند در مطالعات پیوسته نیز مد نظر قرار گیرد تا شاید بتوان غلظت های بالاتری از آمونیاک و نیترات را حذف نمود و در نهایت برآورد اقتصادی این طرح در مقیاس صنعتی و اجرای آن در صنایع به منظور جلوگیری از آلودگی­های محیط زیست توصیه می­شود.

منابع

  1. Velasco, T., Dela, A., Beristain-Cardoso, R., Damian-Matsumura, P., Gomez, J. 2013. Sequential nitrification-denitrification process for nitrogenous, sulfurous and phenolic compounds removal in the same bioreactor. Bioresource Technology, 139: 220-225.
  2. Carrera, J., Baeza, J.A., Vicent, T., Lafuente, J. 2003. Biological nitrogen removal of high strength ammonium industrial wastewater with two-sludge system. Water Research, 37: 4211-4221.
  3. Tchobanoglous, G., Stensel, H.D., Tsuchihashi, R., Burton, F. 2013. Wastewater Engineering: Treatment and Resource Recovery. Inc. Metcalf and Eddy, McGraw-Hill, Inc., 5th Ed.,. New York.
  4. Rezaee, A., Godini, H., Dehestani, S., Kkaviani, S. 2010. Isolation and characterization of a novel denitrifying bacterium with high nitrate removal: PSEUDOMONAS STUTZERI”. Iranian journal of Environmental Health and Science Engineering, 7: 313-318.
  5. Zhang, Q.L., Lio, Y. , Guo, A. , Miao, L. , Zheng, H.y. , Liuthe Z.P. 2012. Characteristics of a novel heterotrophic nitrification bacterium, Bacillus methylo trophics strain L7. Bioresource technology, 108: 35-44.
  6. Sabumon, P.C. 2007.Anaerobic ammonia removal in presence of organic matter: A novel route. Journal of Hazardous Materials, 149: 49–59.
  7. Guo, J., Zhang, L., Chen, W., Ma, F., Liu, H., Tian, Y. 2013. The regulation and control strategies of a sequencing batch reactor for simultaneous nitrification and denitrification at different temperatures. Bioresource Technology, 133: 59-67.
  8. Keluskar, R., Nerurkar, A.,  Desai A. 2013. Development of a simultaneous partial nitrification, anaerobic ammonia oxidation and denitrification (SNAD) bench scale process for removal of ammonia from effluent of a fertilizer industry. Bioresource Technology, 130: 390-397.
  9. Tran, N. H, Urase, T., Kusakabe, O. 2009. The characteristics of enriched nitrifier culture in the degradation of selected pharmaceutically active compounds. Journal of Hazardous Materials, 171: 1051–1057.
  10. Kesseru, P., Kiss, I., Bihari, Z., Polyak, B. 2003. Biological denitrification in a continuous-flow pilot bioreactor containing immobilized Pseudomonas butanovora cells. Bioresource Technology, 87: 75-80.
  11. APHA, Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 2005. 21th ed, American Public Health Association/American Water Works Association/Water Environment Federation, Washington DC, USA.
  12. Godini, H., Rezaee, A., Beyranvand, F., Jahanbani, N. 2012. Nitrate removal from water using denitrifier-bacteria immobilized on activated carbon at fluidized-bed reactor. Yafteh, 14:15-27.
  13. Zhang, F., Li, P., Chen, M., Wu, J., Zhu, N., Wu, P., Chiang, Hu, P. 2015. Effect of operational modes on nitrogen removal and nitrous oxide emission in the process of simultaneous nitrification and denitrification. Chemical Engineering Journal, 280: 549–557.
  14. Ruiz, G., Jeison, D., Chamy, R. 2003. Nitrification with high nitrite accumulation for the treatment of wastewater with high ammonia concentration. Water Research, 37: 1371–1377.
  15. U.S. Environmental Protection Agency. 2009. National Water quality Inventory: 2004 Report to Congress;. EPA-841/R-08-001U.S. Environmental Protection Agency; Washington, D.C.
  16. Daverey, A., Su, S.H., Huang U.T., Lin, G.W. 2012. Nitrogen removal from opto-electronic wastewater using the simultaneous partial nitrification, anaerobic ammonium oxidation and denitrification (SNAD) process in sequencing batch reactor. Bioresource Technology, 113:225–231.

 


 

 

 

 

 



1- دانش آموخته کارشناسی ارشد، گروه مهندسی شیمی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمانشاه، کرمانشاه، ایران.

2- دانشیار گروه مهندسی بهداشت محیط، دانشکده بهداشت، دانشگاه علوم پزشکی البرز،کرج، ایران*(مسوول مکاتبات).

3- استادیارگروه مهندسی شیمی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمانشاه.، کرمانشاه، ایران.

[4]- MSc in Chemical Engineering, Department of Chemical Engineering, College of Science, Kermanshah Branch, Islamic Azad University, Kermanshah, Iran.

[5]- Associat Professor, Department of Environmental Health Engineering, Faculty of Health, Alborz University of Medical Science. Karaj, Iran *(Corresponding Author).

3- Assistant Professor, College of Science, Kermanshah Branch, Islamic Azad University, Kermanshah, Iran.

 

[7]- Nitrosomonas

[8]- Nitrobacter

[9]- Psedomonas Stotzeri

[10]- Bacillus methylo phicus Strain L7

[11]- (NH4)6Mo7O24

[12]- USA-UV/Vis 2100 model

[13]- Inhibitor

 

  1. Velasco, T., Dela, A., Beristain-Cardoso, R., Damian-Matsumura, P., Gomez, J. 2013. Sequential nitrification-denitrification process for nitrogenous, sulfurous and phenolic compounds removal in the same bioreactor. Bioresource Technology, 139: 220-225.
  2. Carrera, J., Baeza, J.A., Vicent, T., Lafuente, J. 2003. Biological nitrogen removal of high strength ammonium industrial wastewater with two-sludge system. Water Research, 37: 4211-4221.
  3. Tchobanoglous, G., Stensel, H.D., Tsuchihashi, R., Burton, F. 2013. Wastewater Engineering: Treatment and Resource Recovery. Inc. Metcalf and Eddy, McGraw-Hill, Inc., 5th Ed.,. New York.
  4. Rezaee, A., Godini, H., Dehestani, S., Kkaviani, S. 2010. Isolation and characterization of a novel denitrifying bacterium with high nitrate removal: PSEUDOMONAS STUTZERI”. Iranian journal of Environmental Health and Science Engineering, 7: 313-318.
  5. Zhang, Q.L., Lio, Y. , Guo, A. , Miao, L. , Zheng, H.y. , Liuthe Z.P. 2012. Characteristics of a novel heterotrophic nitrification bacterium, Bacillus methylo trophics strain L7. Bioresource technology, 108: 35-44.
  6. Sabumon, P.C. 2007.Anaerobic ammonia removal in presence of organic matter: A novel route. Journal of Hazardous Materials, 149: 49–59.
  7. Guo, J., Zhang, L., Chen, W., Ma, F., Liu, H., Tian, Y. 2013. The regulation and control strategies of a sequencing batch reactor for simultaneous nitrification and denitrification at different temperatures. Bioresource Technology, 133: 59-67.
  8. Keluskar, R., Nerurkar, A.,  Desai A. 2013. Development of a simultaneous partial nitrification, anaerobic ammonia oxidation and denitrification (SNAD) bench scale process for removal of ammonia from effluent of a fertilizer industry. Bioresource Technology, 130: 390-397.
  9. Tran, N. H, Urase, T., Kusakabe, O. 2009. The characteristics of enriched nitrifier culture in the degradation of selected pharmaceutically active compounds. Journal of Hazardous Materials, 171: 1051–1057.
  10. Kesseru, P., Kiss, I., Bihari, Z., Polyak, B. 2003. Biological denitrification in a continuous-flow pilot bioreactor containing immobilized Pseudomonas butanovora cells. Bioresource Technology, 87: 75-80.
  11. APHA, Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 2005. 21th ed, American Public Health Association/American Water Works Association/Water Environment Federation, Washington DC, USA.
  12. Godini, H., Rezaee, A., Beyranvand, F., Jahanbani, N. 2012. Nitrate removal from water using denitrifier-bacteria immobilized on activated carbon at fluidized-bed reactor. Yafteh, 14:15-27.
  13. Zhang, F., Li, P., Chen, M., Wu, J., Zhu, N., Wu, P., Chiang, Hu, P. 2015. Effect of operational modes on nitrogen removal and nitrous oxide emission in the process of simultaneous nitrification and denitrification. Chemical Engineering Journal, 280: 549–557.
  14. Ruiz, G., Jeison, D., Chamy, R. 2003. Nitrification with high nitrite accumulation for the treatment of wastewater with high ammonia concentration. Water Research, 37: 1371–1377.
  15. U.S. Environmental Protection Agency. 2009. National Water quality Inventory: 2004 Report to Congress;. EPA-841/R-08-001U.S. Environmental Protection Agency; Washington, D.C.
  16. Daverey, A., Su, S.H., Huang U.T., Lin, G.W. 2012. Nitrogen removal from opto-electronic wastewater using the simultaneous partial nitrification, anaerobic ammonium oxidation and denitrification (SNAD) process in sequencing batch reactor. Bioresource Technology, 113:225–231.