تنوع زیستی سه جدایه ایرانی ریزجلبک Dunaliella و پتانسیل بالقوه آن‌ها برای کاربردهای بیوتکنولوژیکی

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار، گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران

2 دانشیار، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی شمالغرب و غرب، پژوهشگاه بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی. * (مسوول مکاتبات)

10.22034/jest.2018.18254.2716

چکیده

زمینه و هدف: کشور ایران زیستگاه‌های متنوعی برای ریزجلبک شورزی Dunaliella در دریاچه‌ها و تالاب­های شور خود دارد. تا کنون مطالعات محدودی در زمینه رفتار فیزیولوژیکی جدایه­های بومی ایران از جنس Dunaliella، در شرایط متفاوت محیطی از جمله      شدت نور و غلظت نمک صورت گرفته است،
روش­ بررسی: پژوهش حاضر به صورت آزمایش فاکتوریل سه عاملی با دو سطح نور (25 و 500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه)، سه سطح شوری (2، 3 و 4 مولار نمک NaCl)و چهار جدایه (SH1، M1، G28 و CCAP19/18) در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار اجرا شد. جدایه‌های مورد آزمایش از بندر شرفخانه دریاچه ارومیه (SH1)، مهارلو (M1) و تالاب گاوخونی (G28) انتخاب شدند. جدایه غیر بومی و استاندارد CCAP19/18 به منظور مقایسه رفتار جدایه‌های بومی استفاده گردید.
یافته­ها: نتایج نشان داد که رفتار فیزیولوژیک ریزجلبک نه تنها به عوامل محیطی، بلکه به ویژگی‌های ژنتیکی و پتانسیل‌های متابولیسمی ریزجلبک مذکور مرتبط می‌باشد. جدایه شرفخانه در نور 25 میکرومول­فوتون­برمربع­بر­ثانیه و شوری 3 مولار بیش­ترین تعداد سلول در  واحد حجم و محتوی کلروفیل کل در هر سلول را نشان داد. در حالی­که بالاترین محتوی کاروتنویید در جدایه مهارلو در محیطی با شوری 3 مولار نمک و تحت نور 25 میکرومول­فوتون­بر­متر­مربع­بر­ثانیه اندازه‌گیری شد.
بحث و نتیجه­گیری: با بررسی نتایج می‌توان پیشنهاد کردکه الف) جدایه ارومیه (SH1) استعداد رشد و تکثیر بالایی داشته و برای تولید زیست توده بالا مناسب است ب) جدایه‌های‌ دریاچه‌های ارومیه (SH1) و مهارلو (M1) برای استحصال کلروفیل و کاروتنویید مناسب­ترند. ج) استفاده از جدایه مهارلو (M1) در مطالعات فتوسنتزی منطقی به‌نظر می‌رسد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


 

 

 

 

 

علوم و تکنولوژی محیط زیست، دورهبیست و دوم، شماره سه، خرداد ماه 99

                                        

 

تنوع زیستی سه جدایه ایرانی ریزجلبک Dunaliella و پتانسیل بالقوه آن­ها برای کاربردهای بیوتکنولوژیکی

 

لیلا زرندی ‌میاندوآب[1]   

محمد‌امین حجازی[2]*

aminhejazi@abrii.ac.ir

 

تاریخ دریافت:18/3/95

تاریخ پذیرش:4/2/97

 

چکیده

زمینه و هدف: کشور ایران زیستگاه‌های متنوعی برای ریزجلبک شورزی Dunaliella در دریاچه‌ها و تالاب­های شور خود دارد. تا کنون مطالعات محدودی در زمینه رفتار فیزیولوژیکی جدایه­های بومی ایران از جنس Dunaliella، در شرایط متفاوت محیطی از جمله      شدت نور و غلظت نمک صورت گرفته است،

روش­ بررسی: پژوهش حاضر به صورت آزمایش فاکتوریل سه عاملی با دو سطح نور (25 و 500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه)، سه سطح شوری (2، 3 و 4 مولار نمک NaCl)و چهار جدایه (SH1، M1، G28 و CCAP19/18) در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار اجرا شد. جدایه‌های مورد آزمایش از بندر شرفخانه دریاچه ارومیه (SH1)، مهارلو (M1) و تالاب گاوخونی (G28) انتخاب شدند. جدایه غیر بومی و استاندارد CCAP19/18 به منظور مقایسه رفتار جدایه‌های بومی استفاده گردید.

یافته­ها: نتایج نشان داد که رفتار فیزیولوژیک ریزجلبک نه تنها به عوامل محیطی، بلکه به ویژگی‌های ژنتیکی و پتانسیل‌های متابولیسمی ریزجلبک مذکور مرتبط می‌باشد. جدایه شرفخانه در نور 25 میکرومول­فوتون­برمربع­بر­ثانیه و شوری 3 مولار بیش­ترین تعداد سلول در  واحد حجم و محتوی کلروفیل کل در هر سلول را نشان داد. در حالی­که بالاترین محتوی کاروتنویید در جدایه مهارلو در محیطی با شوری 3 مولار نمک و تحت نور 25 میکرومول­فوتون­بر­متر­مربع­بر­ثانیه اندازه‌گیری شد.

بحث و نتیجه­گیری: با بررسی نتایج می‌توان پیشنهاد کردکه الف) جدایه ارومیه (SH1) استعداد رشد و تکثیر بالایی داشته و برای تولید زیست توده بالا مناسب است ب) جدایه‌های‌ دریاچه‌های ارومیه (SH1) و مهارلو (M1) برای استحصال کلروفیل و کاروتنویید مناسب­ترند. ج) استفاده از جدایه مهارلو (M1) در مطالعات فتوسنتزی منطقی به‌نظر می‌رسد.

 

واژه­های کلیدی: رشد، رنگدانه، شوری، نور.

 

J. Env. Sci. Tech., Vol 22, No.3,May, 2020

 

 

 

 

 

 


Biodiversity of Three Iranian Dunaliella Isolates and Their Potential for Biotechnological Applications

 

Leila Zarandi-Miandoab[3]

Mohhamad-Amin Hejazi[4]*

aminhejazi@abrii.ac.ir

Admission Date:April 24, 2018

 

Date Received: June 7, 2016

 

Abstract

Background and Objective: Iran has various habitats in lakes and wetlands for microalgae Dunaliella. There are limited researches on the physiological behavior of Iranian Dunaliella in different environments including light intensity and salt concentration.

Method: The experiment was done based on completely randomized design with three replications and three factorials including two light levels (25 and 500 µmol photon m-2s-1), three salinity levels (2, 3 and 4 M NaCl) and three isolates (SH1, M1, G28) and CCAP19/18 strain.

The isolates SH1, M1 and G28 were selected from Urmia Lake, Maharloo Lake and Gavkhoni wetlands, respectively. A non-native and standard strain, CCAP19/18, was used to compare the behavior of the native isolates.

Findings:The results showed that microalgae physiological behavior affected not only by environmental factors but also by genetic characteristics and the metabolic potential of microalgae. Under 25 µmol photon m-2s-1 and 3 M NaCl condition, Urmia isolate (SH1) had high cell number and chlorophyll content. However, Maharloo isolate (M1) was showed high carotenoids contents under above mentioned condition.

Discussion and Conclusions:  The results are showing that: a) isolate with Urmia lake origin (SH1) has good potential for high growth and reproduction and it is the proper candidate for high biomass production.With measuring traits such as growth and cell number, content and photosynthetic pigment ratios may suggest that b) isolates with Urmia (SH1) and Maharloo (M1) lakes origin are suitable for the extraction of chlorophyll and carotenoids and c) it seems reasonable to expect that the Maharloo isolate (M1) is proper for photosynthetic studies.

 

Key words: Growth, Light, Pigment, Salinity.

 

مقدمه


جلبک‌ها (به‌خصوص ریزجلبک‌ها) جزء قدیمی‌ترین جانداران روی زمین به‌شمار می‌روند. به دلیل تنوع تکاملی که طی میلیون‌ها سال حاصل شده است جلبک‌ها قادرند در زیستگاه‌های بسیار متنوع از لحاظ دما (مناطق قطبی تا چشمه‌های آب گرم)، نور تابشی (اعماق 5 متری آب‌ها تا نقاط مرتفع کوهستانی)، اسیدیته (در محدوده 1 تا 11) و شوری (آب‌های شیرین تا فوق اشباع از نمک) رشد کنند. نیاز و یا تحمل ریز‌جلبک‌ها به شوری آن­ها را به گروه‌های مختلف گلیکوفیل و یا هالوفیل تقسیم می‌کند. جلبک‌‌های سرده Dunaliella به شاخه کلروفیتا[5]، راسته کلامیدومونادالز[6] و خانواده دونالیلاسه[7] تعلق دارند (1). زیستگاه طبیعی این جلبک‌ها دریاچه‌ها و برکه‌های شور است. در ایران Dunaliella در دریاچه‌های ارومیه، مهارلو، گاوخونی و قم یافت می‌شود و می‌تواند شوری‌های تا حد اشباع را نیز تحمل نمایید. Dunaliella از نظر فیزیولوژیک بسیار منعطف بوده و به سرعت قابلیت انطباق با شرایط محیطی جدید (از جمله تغییرات غلظت شوری در محیط، تغییرات شدت نور، دما و غلظت مواد معدنی محیط) را بدست می‌آورد (2). مطالعات نشان ‌داده که هر جلبک با سطح بیشینه‌ای از شدت نور اشباع شده و عمل فتوسنتز را انجام نخواهد ‌داد. از طرف دیگر هر جلبک برای شروع فتوسنتز نیاز به یک کمینه شدت تابش دارد. بنابراین محدوده بهینه نور برای رشد در مورد هر موجود فتوسنتز کننده ویژه خودش می‌باشد. هرگونه افزایش و یا کاهش در شدت نور بهینه تا حدودی توسط جلبک ها تحمل و در صورت افزایش بیش از حد تنش تلقی خواهد شد. از آنجا که ریزجلبکDunaliella به‌خوبی توانایی تحمل شرایط سخت محیطی را دارد ولی جهت جلوگیری از ابهام، اغلب از اصطلاح تنش برای تغییر شرایط محیطی استفاده می‌شود. غلظت نمک کلرید‌سدیم در محیط کشت ریزجلبک‌ها تحت عنوان شوری مورد بررسی قرار می‌گیرد. شوری و یا تنش اسمزی باعث مهار فتوسنتز در جلبک‌ها می‌شود که ممکن است با مهار فعالیت فتوسیستم II همراه باشد. Dunaliella salina اساساً ساکن اکوسیستم‌های آب‌شور است ولی غلظت‌های متفاوت نمک اثرات مختلفی بر فیزیولوژی آن می‌گذارد (3).

ایران بخشی از سرزمین‎های ‎خشک و نیمه خشک آسیا با بارش سالانه‌ی نسبتاً کم (در حدود400 میلی­متر در سال) است (4). از همین‎رو، دریاچه‎ها‌ی آن کم و اغلب در فروافتادگی‎های زمین‎ساختی جوان، قرار دارند (5). با این وجود بیش از 110 تالاب و 80 دریاچه دارد که برخی از آن­ها دارای آب شور و برخی دارای آب شیرین هستند. محیط­های آب شور ایران در مناطق جغرافیایی متنوعی واقع شده‌اند و تفاوت‌های زیادی از نظر ویژگی‌های محیطی دارند (شکل 1).

از جمله این دریاچه‌ها می‌توان به دریاچه‌های ارومیه (رضائیه)، قم، بختگان و مهارلو و... و از جمله تالاب‌ها می‌توان به انزلی، هامون، گاوخونی، شورگل و... اشاره کرد. بزرگ­ترین و شورترین آبگیر دایمی داخلی ایران دریاچه ارومیه است که در گذشته «چی‎چست» و «کبودان» نام داشته، و وسعتی نزدیک به 5500 کیلومتر مربع دارد. از نظر اقلیمی این دریاچه در منطقه‌ای نیمه خشک و در ارتفاع 1287 متری از سطح دریا قرار دارد. ترکیب شیمیایی آب این دریاچه طی فصول مختلف متغییر می­باشد. میزان ورودی بارش‌های جوی و رودخانه‌ها مستقیماً ترکیب آب را تحت تاثیر قرار می­دهند. به طور متوسط شوری آب دریاچه ارومیه حدود 217 گرم در لیتر (در تابستان 1393 به 500 گرم‌در‌لیتر رسید) است که از این لحاظ جزو دریاچه‌های فوق اشباع از نمک جهان می‌باشد (6). آب دریاچه‌ی ارومیه با pH حدود 2/7 تا 6/7 و شوری از نوع کلریدسدیم، منیزیم و سولفات سدیم است. به رغم شوری زیاد زیستگاه طبیعی جلبک‎ سبز Dunaliella salina ، سخت‎پوست Artemia salina و انواع باکتری‎های شورپسند می‌باشد. این جانداران در دوام اکوسیستم دریاچه نقش مؤثر دارند و از نابودی آن جلوگیری می‎کنند. دریاچه ارومیه قابل کشتیرانی بوده و بنادر متعددی نظیر بندر شرفخانه و  گلمانخانه در اطراف آن وجود دارد.

دریاچه‌ی مهارلو در حدود 18 کیلومتری جنوب شرقی شیراز قرار دارد.  در ارتفاع 1460 متری از سطح دریا جای دارد و در عمیق ترین نقطه 3 متر عمق دارد. به همین دلیل میزان تبخیر آن بالاست و بخشی از بستر آن توسط لایه‎ای از نمک ‎پوشانده شده است. تنها در بخش‎های شمالی و مرکزی دریاچه آب وجود دارد که دارای ژرفای خیلی کم (حداکثر 50 سانتی­متر) و شوری زیاد است. تأمین کننده‌ی اصلی آب این دریاچه رودها و آبراهه‎هایی هستند که از شمال غربی و جنوب شرقی در آن تخلیه می‎شوند. مساحت آن در فصول مختلف متفاوت و تابع بارش‎های جوی است. جدا از تبخیر زیاد، نهشته‎های گچی سازند ساچون و دو گنبد نمکی واقع در شرق این دریاچه، در شوری بی‎اندازه‌ی آن تأثیر به سزایی دارند. آب این دریاچه از نوع کلریدسدیم، کلرید منیزیم و سولفات سدیم است. از نمک این دریاچه برای صنایع پتروشیمی استفاده می‎شود. زیرا بالابودن پتاسیم و به ویژه منیزیم در شورابه‎های دریاچه ی مهارلو، امکان استحصال اقتصادی نمک‎های منیزیم به عنوان فرآورده­ی اصلی و پتاسیم به عنوان محصول فرعی را امکان‎پذیر کرده است.

همچنین باتلاق‌ گاوخونی‌ معروف‌ترین‌ تالاب‌ فلات‌ مرکزی‌ ایران‌ است‌. این‌ باتلاق‌ با 476 کیلومتر مربع‌مساحت‌، در 167 کیلومتری‌ جنوب‌ شرقی‌ اصفهان‌ قرار دارد. حداکثر عمق‌ آن‌ 150 سانتی‌متر است‌. ارتفاع‌ آن‌ ازسطح‌ دریای‌ آزاد 1470 متر است. دریاچه مهارلو و باتلاق گاو خونی با دارا بودن شوری بالا زیستگاه طبیعی جلبک‎ سبز Dunaliella  می‌باشند (6).

استفاده از ریزجلبک‌ها برای کاربردهای بیوتکنولوژیکی (به­ویژه  کاربردهای زیست پالایی، اهداف تغذیه‌ای و دارویی و تولید انرژی زیستی) در سال‌های اخیر افزایش یافته است. از حدود 2000 گونه جلبک‌های سبز فقط 7 یا 8 گونه مورد بهره‌برداری قرار گرفته‌اند که  Dunaliella salina  یکی از آن­هاست (7).

 نتایج بسیاری از آزمایشات نشان می‌دهد که رشد، فیزیولوژی و بیوشیمی به­شدت با متغییرهای محیطی از جمله دما، شوری، اسیدیته، عناصر غذایی و نور کنترل می‌شود. بهبود شرایط کشت به سلول‌ها اجازه خواهد داد تا کارایی آن­ها در زمینه رشد، فتوسنتز و سنتز متابولیت‌های اولیه افزایش یابد. چون رشد نتیجه تعادل پویا‌ی انرژی بین تولید و مصرف می‌باشد (8).

بهره‌برداری بیوتکنولوژی از  D. salinaبرای تولید بتاکاروتن دانش عمیقی از فیزیولوژی و بیوشیمی این ریزجلبک را در اختیار ما قرار داده است. با این حال، اطلاعات نسبتاً کمی در‌باره جنبه‌های اکولوژی اعضای جنس Dunaliella در محیط‌های فوق شور در دست است. علی رغم این واقعیت که Dunaliella اغلب اصلی‌ترین و یا حتی تنها تولید کننده چنین اکوسیستم‌هایی می‌باشد (جایی که سایر فتوسنتز‌کننده‌های اکسیژنی قادر به رشد نیستند)، در اکوسیستم‌های آبی فوق شور، وابستگی زیادی به تثبیت کربن توسط این جلبک وجود دارد (3). کشف و درک بهتر غنای تنوع زیستی و ویژگی‌های اکوفیزیولوژیکی ریزجلبک برای افزایش استفاده در جهت اهداف عملی بسیار ضروری و مهم است. از این رو پژوهش حاضر با دو هدف 1: مقایسه فعالیت جدایه‌های بومی و سویه استانداردD. salina CCAP 19/18 (این جدایه به­عنوان ارگانیسم مدل برای مطالعات فیزیولوژی مورد استفاده قرار می‌گیرد) در شدت­های نوری متفاوت و سطوح مختلف شوری  و 2: کشف پتانسیل تنوع زیستی و اکولوژیکی Dunaliella موجود در ایران برای مصارف بیوتکنولوژیکی می‌باشد، انجام و نتایج به­صورت زیر بدست آمد.

 

 مواد و روش‌ها

جلبک مورد استفاده و شرایط کشت ساحل شرقی دریاچه ارومیه­ (بندر­شرفخانه)­ (شمالی­´168903/º38،­­غربی­´435590/º45) با نام  (Dunaliella sp. ABRIINW-SH1) SH1 ، دریاچه مهارلو شیراز (شمالی´472731/º29, غربی´768385/º52) با نام(Dunaliella sp. ABRIINW-M1) M1 و تالاب گاوخونی اصفهان (شمالی´143073/º32, غربی´858613/º52)­با نام (Dunaliella sp. ABRIINW-G28) G28 که زیستگاه طبیعی Dunaliella  می‌باشند، برای انتخاب جدایه‌های بومی انتخاب شدند (شکل 1).

 

 


 

شکل 1- موقعیت دریاچه ارومیه (بندر شرفخانه  )، تالاب گاوخونی    و دریاچه مهارلو    روی نقشه

Figure 1. Lake Uremia position (Sharafkhaneh Port  ), Wetlands Gavkhoni   and       Maharloo  lake     on IRAN geographic map.

 

 

سویه استاندارد غیر‌بومی CCAP19/18 (Dunaliella salina CCAP 19/18) نیز از کلکسیون پژوهش­کده بیوتکنولوژی کشاورزی شمال­غرب و غرب کشور واقع در تبریز جهت مقایسه رفتار فیزیولوژیک جلبک های تک‌سلولی تحت شدت‌های نوری و شوری‌های متفاوت تهیه گردید. جلبک‌ها در محیط کشت تغییر ‌یافته جانسون (9) کشت و نگهداری شدند. اسیدیته محیط‌های کشت با استفاده از بافر تریس در حدود 5/7 تنظیم شد. کشت جلبک درون ارلن‌مایر‌های 250 میلی‌لیتری حاوی 150 میلی‌لیتر محیط کشت در دمای‌°C2±25 به مدت یک هفته (که جلبک­ها در مرحله لگاریتمی رشد قرار داشتند) انجام گرفت. به منظور بررسی برهمکنش جدایه­ها، نور و شوری آزمایشی به­صورت فاکتوریل سه عاملی با سه سطح شوری (2، 3 و 4 مولار NaCl) و دو سطح نور با شدت‌های 25 و 500 میکرومول‌فوتون‌بر‌متر‌مربع‌بر‌ثانیه و چهار جدایه  شامل سه جدایه بومی SH1، M1 و G28 و یک سویه استاندارد غیر بومی CCAP19/18 در قالب طرح کاملاً تصادفی با 2 تکرار اجرا شد. برای تامین نور از لامپ‌های فلورسنت استفاده شد و شدت نور با استفاده از دستگاه  LI-250A Light meterاندازه‌گیری شد.

اندازه‌گیری رشد و تعداد سلولی

شمارش مستقیم تعداد سلول‌های ریزجلبکی‌ در هر میلی‌لیتر از محیط کشت با استفاده از محلول لوگول، لام هموسایتومتر و میکروسکوپ نوری انجام شد (10).

سنجش رنگ­دانه­های فتوسنتزی

جهت تعیین غلظت رنگ­دانه‌های موجود در هر سلول از روش اسپکتروفتومتری استفاده شد (11) به این ترتیب که پس از رسوب­گیری از محیط حاوی سلول‌ها از استون80% برای استخراج رنگ­دانه‌ها استفاده شد. عصاره حاصل با استفاده از سانتریفیوژ صاف گردید. میزان جذب محلول رنگین و شفاف رویی در طول‌موج‌های 470، 8/646 و 2/663 نانومتر با اسپکتروفتومتر تعیین شد. سپس با قرار دادن جذب‌های خوانده شده در روابط و فرمول‌های زیر میزان کلروفیلa، کلروفیلb و کاروتنویید کل به صورت پیکوگرم بر106 سلول محاسبه گردید.

 

در روابط فوق ca: کلروفیل a ، cb: کلروفیل b  و c (x+c) کاروتنوییدهای کل شامل گزانتوفیل‌ها و کاروتن‌ها می‌باشد. A میزان جذب در طول موج مورد نظر می باشد.

برای محاسبه محتوی کلروفیل کل، محتوی کلروفیلa وb هر نمونه جمع گردید.

جهت محاسبه نسبت کلروفیل‌a/کلروفیل‌b محتوی کلروفیلa هر نمونه بر محتوی کلروفیلb همان نمونه تقسیم شد. همچنین نسبت کلروفیل‌کل/ کاروتنویید‌کل از تقسیم محتوی کلروفیل کل بر محتوی کاروتنویید کل همان نمونه حاصل گردید.

تجزیه‌های آماری

 مقایسه میانگین‌ها توسط آزمون دانکن در سطح احتمال 1% صورت گرفت. تجزیه و تحلیل داده‌ها با استفاده از نرم‌افزار آماری SPSS16 انجام شد.

 


نتایج

چنان­چه اطلاعات موجود در جدول 1 نشان می‌دهد اثرات اصلی و اثرات متقابل بین سه عامل مورد بررسی (شدت نور، شوری و نوع جدایه انتخاب شده Dunaliella) در تمامی صفات مورد مطالعه در سطح احتمال1% معنی­دار شده است. با دقت در داده­ها تاثیر بیش­تر شدت نور و نوع جدایه نسبت به شوری محیط نمایان می­گردد.

 

 

جدول 1- تجزیه واریانس صفات مورد سنجش در جدایه­های مختلف Dunaliella تحت تاثیر سطوح مختلف شدت نور و شوری (اعداد ارایه شده در جدول میانگین مربعات می­باشند.)

Table 1. The ANOVA in different isolates of Dunaliella under different levels of light and salinity (Mean Squares illustrated in the Table)

منابع تغییر

درجه آزادی

تعداد سلول

مقدار کلروفیل a(پیکوگرم ‌بر ‌سلول)

مقدار‌کلروفیل b(پیکوگرم ‌بر‌ سلول)

مقدار‌کاروتنویید‌کل

‌(پیکوگرم‌بر‌سلول)

کلروفیل‌a/کلروفیل‌b

کلروفیل کل

کلروفیل‌کل/ کاروتنویید‌کل

نور

1

50/1×1014

660/0

276/0

252/0

215/15

791/1

672/5

شوری

2

07/3×1013

009/0

015/0

023/0

572/0

001/0

7/12

جدایه

3

4/2×1013

591/0

083/0

297/0

472/76

6/0

699/25

نور× شوری

2

48/1×1013

002/0

011/0

001/0

554/2

01/0

847/1

نور× جدایه

3

4/3×1013

062/0

011/0

003/0

84/11

052/0

093/6

شوری× جدایه

6

56/1×1013

088/0

036/0

044/0

792/6

203/0

699/8

نور×شوری×جدایه

6

63/8×1012

003/0

006/0

016/0

638/0

01/0

758/1

خطای‌آزمایش

24

225/3×107

00005/0

00000179/0

00000221/0

002/0

0000522/0

006/0

درصد­ضریب تغییرات

 

9/53

6/45

9/56

8/60

6/81

5/40

9/57

همه اثرات اصلی و اثرات متقابل بین عوامل مورد بررسی در سطح احتمال 1% معنی‌دار می‌باشند.

 

 

رشد و تعداد سلولی

 

شکل 2 تعداد سلول‌های Dunaliella در تیمارهای مختلف را نشان می‌دهد. در همه شکل­ها، داده­ها میانگین ± انحراف استاندارد می­باشند. حروف مشابه نشان­گر عدم اختلاف معنی‌دار بین میانگین‌هاست. حروف یکسان بیان­گر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال 01/0 می‌باشد. با توجه به شکل بیش­ترین تعداد سلول در واحد حجم (1 میلی­لیتر) در نمونه مربوط به جدایه شرفخانه و در شرایط نور کم و شوری کم بدست آمده­است. جدایه گاوخونی تحت شوری 3 مولار و نور کم در رتبه دوم و جدایه شرفخانه تحت شوری 3 مولار و نور کم در رتبه سوم قرار گرفته­اند..

 

 

 

شکل 2- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر رشد و تعداد سلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 2. The interaction effect of light and salinity on growth and cell number of Dunaliella. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).

 


محتوی و نسبت‌های رنگ­دانه‌های فتوسنتزی


محتوی کلروفیلa

مقدار کلروفیل a (رنگ­دانه اصلی فتوسنتزی) یک صفت به‌شدت وابسته به شرایط محیطی می‌باشد که اختلافات معنی‌داری را بین تیمارهای مختلف نور و شوری در یک جدایه و بین جدایه‌های متفاوت نشان می‌دهد. با دقت در داده‌های شکل 3 می‌توان متوجه شد که مقدار رنگ­دانه در جدایه جداشده از دریاچه گاوخونی کم­ترین و در جدایه جداشده از دریاچه مهارلو و بندر شرفخانه بیش­ترین مقدار را    به خود اختصاص داده‌اند و این نشان­گر تفاوت‌های ذاتی دستگاه فتوسنتزی در جدایه‌های مختلف ریزجلبک می‌باشد. با افزایش غلظت شوری رفتارهای متفاوت جدایه‌های مختلف بیش­تر نمایان می‌شود. با افزایش شوری مقدار رنگ­دانه در جدایه تالاب گاو خونی و دریاچه مهارلو افزایش ولی در سویه CCAP19/18 و بندر شرفخانه کاهش یافته است. ولی بدون استثناء افزایش نور محیط منجر به کاهش مقدار رنگ­دانه در هر 4 جدایه شده است.

 

 

 

شکل 3-تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر محتوی کلروفیل aسلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 3. The interaction effect of light and salinity on the chlorophyll a content in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).

 

محتوی کلروفیل b

 

این رنگ­دانه به­عنوان مهم­ترین رنگ­دانه کمکی برای جذب امواج موثر برای فتوسنتز در نظر گرفته می‌شود و مقدار آن می‌تواند نشانی از گستردگی آنتن فتوسنتزی باشد. شکل 4 تفاوت بین میانگین مقادیر کلروفیل b را در تیمارهای متفاوت نشان می‌دهد. مقدار کلروفیل b در سویه CCAP19/18 و شرفخانه نسبت به دو جدایه دیگر بیش­تر است. عموماً با افزایش غلظت شوری و شدت نور مقدار این رنگ­دانه در هر 4 جدایه کاهش نشان می‌دهد. 

 

 

 

شکل 4- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر محتوی کلروفیلb سلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 4. The interaction effect of light and salinity on the chlorophyll b content in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).

 

 

محتوی کاروتنویید کل

 

داده‌های مندرج در شکل 5 نشان‌دهنده تفاوت اولیه معنی‌دار مقدار کاروتنوییدها در بین جدایه­های مورد آزمایش می‌باشد. افزایش شوری در سه جدایه گاوخونی، مهارلو و شرفخانه تا حدودی موجب افزایش مقدار کاروتنوییدها شده است (در جدایه مهارلو افزایش شوری از 3 به 4 مولار باعث کاهش مقدار کاروتنوییدها شده­است) درحالی­که افزایش نور از 1-µmol photon m-2s25 به 1-µmol photon m-2s500  تقریباً در همه تیمارها منجر به کاهش مقدار رنگ­دانه‌های هر سلول Dunaliella شده است.


 

 

شکل 5- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر محتوی کاروتنویید کل سلول‌هایDunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 5.The interaction effect of light and salinity on the total carotenoid content in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).

نسبت کلروفیلa/b


با دقت در شکل 6 می‌توان مشاهده نمود که اساساً اندازه آنتن در جدایه مهارلو از بقیه جدایه‌ها کوچک­تر است زیرا نسبت کلروفیلa/b نمادی از اندازه آنتن‌های جمع کننده نور در فتوسیستم‌های­کلروپلاست می‌باشد (نسبت بزرگ­تر کلروفیل a/b نشان­دهنده اندازه کوچک آنتن و بالعکس می­باشد). ولی در سایر جدایه‌ها آندازه آنتن تقریباً برابر بوده و طی تیمارهای اعمال شده تغییرات جدّی را متحمل نمی‌شود، به­جز تاثیر معنی‌دار شوری در کوچک کردن اندازه آنتن جدایه شرفخانه. به­ویژه تاثیر شوری در شدت نور 1-µmol photon m-2s 500  بر جدایه مهارلو و سویه CCAP19/18 برخلاف شرفخانه بوده و افزایش شوری باعث بزرگ­تر شدن اندازه آنتن شده است. شدت بالای نور موجب تغییرات جزئی ولی معنی‌دار در جدایه‌های گاوخونی، CCAP19/18 و شرفخانه شده است در حالی­که تاثیر نور بالا بر جدایه مهارلو منجر به کوچک­تر شدن اندازه آنتن در این جدایه شده است. همچنین داده­های جدول 1 تاکید می­کنند که جدایه مهم­ترین تاثیر را بر اندازه آنتن در ریز جلبک Dunaliella دارد.


 

شکل 6- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر نسبت رنگ­دانه کلروفیل a بر کلروفیل b سلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 6.The interaction effect of light and salinity on the chlorophyll a per chlorophyll b in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).


 


محتوی کلروفیل کل

اندازه‌گیری و تجزیه آماری مقدار کلروفیل کل جدایه‌های متفاوت Dunaliella نشان می‌دهد که هر جدایه رفتار متفاوتی تحت تیمارهای مختلف شدت نور و شوری دارد. چنان­چه از شکل 7 برمی‌آید مقدار کلروفیل کل جدایه ساکن دریاچه گاوخونی با افزایش غلظت شوری تغییر معنی‌داری را متحمل نمی‌شود. ولی استفاده از شدت نور 1-µmol photon m-2s500برای کشت جلبکی منجر به کاهش معنی‌دار مقدار کلروفیل کل شده است. در حالی­که جدایه ساکن دریاچه مهارلو با افزایش شوری مقدار کلروفیل بیش­تری را در کلروپلاست خود انباشته می‌کند و تحت شدت نور بالا مقدار کلروفیل کاهش معنی‌داری را نشان می‌دهد. حداکثر مقدار کلروفیل کل این جدایه در تیمار با شوری4 و در شدت نور 1-µmol photon m-2s25 اندازه‌گیری شده است. سویه CCAP19/18 و جدایه ساکن بندر شرفخانه دریاچه ارومیه رفتار مشابهی را از نظر سنتز و یا تجزیه کلروفیل کل در شوری‌ها و شدت‌های نور مختلف نشان می‌دهند. در هر دو مورد با افزایش شوری مقدار کلروفیل با افزایش شوری و نور کاهش نشان می‌دهد. به عبارت بهتر در هر دو مورد کم­ترین مقدار کلروفیل در تیمار با شوری 4 و شدت نور 1-µmol photon m-2s500 مشاهده می‌شود.


 

شکل 7- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر محتوی کلروفیل کل سلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 7. The interaction effect of light and salinity on total chlorophyll content in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).


نسبت کلروفیل کل /کاروتنویید کل


از نظر نسبت کلروفیل به کاروتنویید دو جدایه ساکن دریاچه گاوخونی و بندر شرفخانه مشابه رفتار کرده‌اند. یعنی افرایش شوری محیط و شدت نور باعث کاهش نسبت کلروفیل/ کاروتنویید شده است که نشان­گر افزایش سنتز و انباشتگی بیش­تر کاروتنویید نسبت به کلروفیل در این تیمارها می‌باشد. در جدایه مهارلو و سویه CCAP19/18 تغییرات این صفت ناچیز می‌باشد که این موضوع در شکل 8 به خوبی مشهود است. داده­های جدول 1 نیز حاکی از اثر بیش­تر جدایه، شوری و برهم­کنش جدایه و شوری بر این صفت می­باشد.

 

 

 

 

 

 

شکل 8- تاثیر برهم­کنش نور و شوری بر نسبت کلروفیل کل بر کاروتنویید کل سلول‌های Dunaliella. اعداد زیر ستون‌ها نشان­دهنده غلظت شوری (مولار) می‌باشند.

Figure 8. The interaction effect of light and salinity on the ratio of total chlorophylls per total carotenoids in Dunaliella cells. Numbers under the columns indicates salinity concentration (moles.L-1).

 


بحث

 

با تامل اجمالی در اطلاعات موجود در جدول 1 می‌توان چنین برداشت کرد که جدایه‌های Dunaliella که منشاءهای متفاوتی دارند، در سطوح مختلف مهم­ترین عوامل محیطی متغیر و تاثیر‌گزار در اکوسیستم‌های طبیعی Dunaliella (شدت نور و شوری محیط که روزانه و فصلی تغییر می‌یابند) تفاوت‌های فیزیولوژیک فاحش دارند. در حالی­که بزرگی اعداد مربوط به میانگین مربعات در مورد هر صفت اندازه­گیری شده نشان­دهنده تاثیر پذیری بیش­تر اغلب صفات از نور و نوع جدایه می­باشد.

 رشد و تعداد سلولی

به‌دلیل این­که در زیستگاه‌های طبیعی (آب‌های فوق شور) اغلب ریزجلبک‌های متعلق به جنس Dunaliella تمام انرژی مورد استفاده اکوسیستم را از طریق فتوسنتز تامین می­نمایند، از این رو تخمین زیست­توده ریزجلبک‌ها از اهمیت خاصی در مطالعات اکولوژی آبی برخوردار است (12). این یکی از ویژگی‌های فیزیولوژیک خاص هر گونه و یا جدایه می‌باشد. ارزیابی مستقیم محتوای کربن جلبکی ساده نیست، بنابراین روش‌های دیگری مانند شمارش سلولی و ارزیابی حجم سلول‌ها و اندازه‌گیری غلظت رنگ­دانه‌ها در سطح گسترده برای تخمین زیست توده جلبکی استفاده می‌شوند (13و14). گزارش‌هایی از برآورد زیست­توده Dunaliella در دریاچه ارومیه و دریاچه مهارلو بر اساس شمارش تعداد سلول‌ها در واحد حجم وجود دارد (15). با این­حال در اغلب مطالعات ارزیابی زیست توده ریزجلبک از کلروفیل که فراوان­ترین رنگ­دانه فتوسنتزی و مشترک میان تمامی موجودات فتوسنتزی بوده و روش ارزیابی آن نیز ساده و سریع است استفاده می‌شود (16 و17). همچنین به نظر می‌رسد در گزینش جدایه‌های جلبک به منظور استفاده بیوتکنولوژیکی، برخی اطلاعات مانند نوسانات رشد و محتوای کلروفیلی و نسبت‌های رنگ­دانه‌ای در رویارویی با تنش‌های محیطی می‌تواند بسیار مفید باشد.  

چنان­چه مشاهده می‌شود بیش­ترین تعداد سلول در محیط کشت تیمار شدت نور25 میکرومول­فوتون بر مترمربع ­درثانیه، شوری 2 مولار نمک و در جدایه شرفخانه پس از یک هفته (در حدود 16 میلیون سلول در میلی‌لیتر محیط کشت) بدست آمده است، که این اختلاف با سایر تیمارها و جدایه‌ها معنی‌دار است. جدایه گاوخونی از این نظر در رتبه دوم قرار دارد. در هر سه جدایه گاوخونی، CCAP19/18 و شرفخانه شدت نور کم منجر به تقسیمات سلولی بیش­تری شده است درحالی­که جدایه مهارلو از این امر مستثنی بوده و در شدت نور بالا تکثیر بیش­تری داشته است. در هر 3 جدایه مورد آزمایش به جز جدایه مهارلو، افزایش غلظت شوری محیط تاثیر منفی بر تکثیر و تعداد سلول‌های ریز‌جلبکی داشته است. شرایط محیطی مورد آزمایش و نوع جدایه بر سرعت تقسیم و تعداد سلول‌ها اثر گذار هستند به­طوری­که تنش نور و شوری موجب کاهش تعداد سلولی در اغلب تیمارها شده است. نتایج برخی گزارشات، حاکی از تاثیر مثبت و یا منفی نور بر تقسیم سلولی در سویه‌های مختلف Dunaliella است (18). احتمالاً در شوری‌های بالاتر به خاطر سنتز گلیسرول، محصولات فتوسنتزی به جای صرف در رشد و تقسیم، صرف سازگاری اسمزی می‌شود (19).

بنابراین می‌توان چنین برداشت نمود که اگر هدف فقط افزایش تعداد سلول و تولید زیست­توده باشد کشت ایزوله جداسازی شده از     بندر شرفخانه دریاچه ارومیه در شوری 2 مولار نمک و شدت نور پایین 1-µmol photon m-2s 25 بسیار مناسب خواهد بود.

محتوی و نسبت‌های رنگ­دانه‌های فتوسنتزی

چون ارایه میزان کلروفیل بر حسب میلی‌لیتر محیط کشت نمونه که به تعداد سلول‌ها وابسته است، نمی‌تواند مقایسه درستی میان شرایط شاهد و تیمار را به دست دهد، لذا مقدار کلروفیل بر سلول مورد مقایسه و بررسی قرار می‌گیرد. بنابراین در پژوهش حاضر محتوی  رنگ­دانه‌ها بر حسب پیکوگرم در هر سلول Dunaliella ارایه گردید. بررسی وضعیت رنگدانه‌ها نشان می‌‌دهد که افزایش نور تاثیر کاهشی بر مقدار کلروفیل و به تبع آن کاروتنوییدها در سه جدایه گاوخونی، سویه     CCAP19/18و شرفخانه داشته است. همچنین با مقایسه شکل 3 و 7 مشاهده می‌شود، چون کلروفیل a بخش اعظم کلروفیل کل را تشکیل می‌دهد، تغییرات ایندو الگوی مشابهی را در ارتباط با رفتارجدایه‌ها به نمایش می‌گذارند. کاهش میزان کلروفیل در هر سلول ریزجلبک در واقع به صورت یک مکانیسم تنظیمی سبب کاهش انرژی نوری جذب شده و تخفیف اثرات مضر نور می‌شود. بررسی وضعیت جدایه مهارلو در شرایط نور بالا مبین کاهش سرعت تقسیم و   به تبع آن تعداد کم­تر سلول (به استثنای شوری 2 مولار نمک) در این شرایط می‌باشد که منجر به کاهش نسبی کلروفیل کل (کلروفیلa وb) و ثبات نسبی مقدار کاروتنوییدها بویژه در شوری‌های بالاتر شده است.

نتایج نشان داد که نسبت کلروفیل a بر b در اغلب تیمارها دارای ثبات نسبی و تغییرات در محدوده 2 الی4 بوده در حالی که این نسبت در جدایه مهارلو در شوری 2 مولار و شدت نور بالا  به حدود 10 افزایش یافته است. این نسبت در گیاهان در معرض تابش شدید  نور خورشید در حدود 4 الی5 و در گیاهان در سایه کامل در حدود 6/2 تا 8/2 گزارش شده است (20). محاسبه این ویژگی به­دلیل این­که نمادی از اندازه آنتن‌های جمع کننده نور در فتوسیستم‌های کلروپلاست می‌باشد از اهمّیت ویژه‌ای برخوردار است. هر چقدر این نسبت عدد بزرگ­تری باشد یعنی آنتن‌های فتوسنتزی کوچک­ترند و عدد کوچک­تر که نتیجه مقدار بیش­تر کلروفیل b می‌باشد نشان­گر اندازه آنتن بزرگ­تر خواهد بود.

عموماً کلروفیل برگ یکی از مهم­ترین شاخص‌های نشان دهنده فشار محیطی وارد بر گیاه است. مقدار کلروفیل‌ها در گیاهان تحت تنش تغییر یافته و سبب تغییر در میزان نور جذب شده توسط گیاه می‌گردد که به سازگاری با شرایط تنش کمک می‌کند. کلروفیل a رنگ­دانه اصلی در مرکز واکنشی بوده اما کلروفیل b نه تنها یک رنگ­دانه کمکی است بلکه در واقع به عنوان یک تنظیم کننده سایر گیرنده‌های نوری نیز عمل می‌کند که با تعدیل جذب نور در شرایط تنش، سلول را از آسیب محافظت می‌نماید (21). بطور کلی تنش‌های اعمال شده در اغلب حالات سبب کاهش مقدار هر دو کلروفیل شده‌اند به جز جدایه مهارلو که افزایش نور سبب تحریک افزایش کلروفیل‌ها شده است. به­نظر می‌رسد این شدت نور برای این جدایه آسیب اکسیداتیو رنگ­دانه‌ها را به همراه ندارد. به عبارت دیگر تغییر شوری و نور در محیط نسبت کلروفیل به کاروتنویید را زیاد تغییر نداده است و در شرایط مختلف محیطی دستگاه فتوسنتزی از تعادل و ثبات نسبی برخوردار است.

اساساً تقسیم سلولی سریع با این­که موجب افزایش تعداد سلول‌ها می‌شود ولی به دلیل کاهش زمان بین تقسیمات سلولی و در نتیجه کاهش فرصت تولید و تجمع رنگ­دانه‌ها میزان آن­ها در سلول را می کاهد (22). بنابراین اگر جدایه‌ای در عین دارا بودن سرعت تقسیم بالا مقدار کلروفیل بر سلول بالایی نیز داشته باشد از ارجحیت خاصی برخوردار است. چنین رفتاری در جدایه بندر شرفخانه دیده می‌شود.

همچنین براساس نظر Guendouz وMaamari  (23) تغییرات در فتوسنتز اغلب تا حد زیادی به­صورت همگام و موازی با محتوای کلروفیلی صورت می‌گیرند. علاوه بر آن  Houtو همکاران (17) مقدار کلروفیل a را بهترین معیار سرعت فتوسنتزی بیشینه معرفی کرده‌اند. در عین حال Marini عقیده دارد که همبستگی بالایی میان محتوای کلروفیلی و سرعت فتوسنتزی یافت نشده است (24). از این­رو پیشنهاد می‌شود ویژگی‌های فتوسنتزی جدایه‌های مورد مطالعه نیز مورد بررسی قرار گیرد.

 

نتیجه‌گیری نهایی

از توصیف تفاوت‌های اکوفیزیولوژیکی جدایه‌های موجود در ایران، می‌توان­در راستای بهره‌برداری‌های بیوتکنولوژیکی استفاده نمود. از این طریق می­توان با روش‌های ساده و کم‌هزینه مانند تغییر شدت نور و یا تغییر شوری محیط به اهدافی­هم­چون افزایش رشد برای تغذیه آبزیان، سنتز و استحصال محصولات مفید، باارزش و مواد موثره دارویی و همچنین مطالعات فتوسنتزی دست یافت. در این راستا انتخاب جدایه‌ مناسب و واجد پتانسیل بیش­تر، عملی و مقرون به صرفه خواهد بود.

به نظر نگارندگان جدایه‌های شرفخانه و مهارلو برای استحصال کلروفیل و کاروتنویید مناسب­ترند. در­حالی­که برای رشد سریع در یک هفته به منظور به دست آوردن تعداد سلول بیش­تر و تغذیه آبزیان جدایه شرفخانه توانایی بهتری دارد. همچنین استفاده از جدایه مهارلو در مطالعات فتوسنتزی منطقی به‌نظر می‌رسد.

Reference

  1. Ben-Amotz, A., Polle, J.E., and Rao, D.S., 2009. The alga Dunaliella: biodiversity, physiology, genomics and biotechnology (Science Publishers Enfield, New Hampshire, United States of America). Cambridge.
  2. Oren, A., 2014. The ecology of Dunaliella in high-salt environments. Journal of Biological Research-Thessaloniki, 21:1-8.
  3. Zarandi-Miandoab, L., 2015. The effects of some abiotic factors on function of key genes in carotenoid biosynthesis pathway in Dunaliella salina. PhD thesis in Biology­(Plant Phisiology), Golestan University, Faculty of Sciences, pp: 7-8.­(In Persian) 
  4. Ghahraman, B. Taghvaeian, S., 2010. Investigation of annual rainfall trends in Iran. Journal of Agricultural Science and Technology, 10:93-97.
  5. Aghanabati, A., 2004. Geology of Iran, Geological Survey of Iran, 622 p. (In Persian) 
  6. Iranian National Institute for Oceanography and Atmospheric Science (INIOAS), http://www.inio.ac.ir/default.aspx?tabid=2144. (In Persian) 
  7. Barra, L. Chandrasekaran, R. Corato F. and Brunet C., 2014. The challenge of ecophysiological biodiversity for biotechnological applications of marine microalgae. Marine drugs, 12: 1641-1675.
  8. Zarandi-Miandoab, L. Hejazi, M.A. Bagherieh-Najjar, M.B. Chaparzadeh, N., 2015. Light intensity effects on some molecular and biochemical characteristics of Dunaliella salina. Iranian Journal of Plant Physiology, 5: 1311-1321.
  9. Hejazi, M., and Wijffels, R., 2003. Effect of light intensity on β-carotene production and extraction by Dunaliella salina in two-phase bioreactors. Biomolecular Engineering,20: 171-175.
  10. Schoen, M., 1988. Cell counting In  Dunaliella: Experimental phycology (eds. Labban, C., Chapnoon, D., and Kermer, B. P.). Cambridge University press. Cambridge.
  11. Lichtenthaler, H.K., and Buschmann, C., 2001. Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and Characterization by UV VIS Spectroscopy. Methods in Enzymology, 148: 349–382.
  12. Harris, G., 2012. Phytoplankton ecology: structure, function and fluctuation, Springer Science and Business Media.
  13. Smayda, T. J., 1978. From phytoplankters to biomass. Phytoplankton Manual. Unesco, Paris: 273-279.
  14. Wright, S. W.,  Jeffrey S. W and Mantoura, R. F. C., 2005. Phytoplankton pigments in oceanography: guidelines to modern methods, Unesco Pub.
  15. Soltani, N. Shokravi, Sh. and Fotovat, A., 2004. Isolation, identification and environmental studies of green algae Dunaliella species. Jihade Daneshgahi Research Project Database (SID), https://www.sid.ir/fa/Plan/ViewPaper.aspx?ID=122. (In Persian) 
  16. Felip, M. and Catalan J., 2000. The relationship between phytoplankton biovolume and chlorophyll in a deep oligotrophic lake: decoupling in their spatial and temporal maxima. Journal of Plankton Research, 22: 91-106.
  17. Huot, Y., M. Babin, F. Bruyant, C. Grob, M. Twardowski and H. Claustre., 2007. Does chlorophyll a provide the best index of phytoplankton biomass for primary productivity studies? Biogeosciences discussions, 4: 707-745.
  18. Madadkar Haghjou, M., 2013. Comparative study of some physiological characteristics (chlorophyll content, photosynthetic activity…) in selection of Dunaliella sp. strains (isolated from iranian waters). Journal of Cell & Tissue, 4: 85-102. (In Persian) 
  19. Arun, N. and Singh D., 2013. Differential response of Dunaliella salina and Dunaliella tertiolecta isolated from brines of Sambhar Salt Lake of Rajasthan (India) to salinities: a study on growth, pigment and glycerol synthesis. Journal of the Marine Biological Association of India, 55: 65-70.
  20. Baker, N. R., Davies W. and Ong C. K., 1985. Control of leaf growth, CUP Archive.
  21. Tanaka, R. and Tanaka A., 2000. Chlorophyll b is not just an accessory pigment but a regulator of the photosynthetic antenna. Porphyrins, 9: 240-245.
  22. Alvarado, C., Álvarez, P. Puerto, M. Gausserès, N. Jiménez L. and De la Fuente M., 2006. Dietary supplementation with antioxidants improves functions and decreases oxidative stress of leukocytes from prematurely aging mice. Nutrition, 22: 767-777.
  23. Guendouz, A. and Maamari K., 2012. Grain-filling, chlorophyll content in relation with grain yield component of durum wheat in a Mediterranean environment. African Crop Science Journal, 20:31-37
  24. Marini, R. P., 1986. Do net gas exchange rates of green and red peach leaves differ? HortScience. 21: 118-120.

 



[1]-  استادیار، گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران

[2]-  دانشیار، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی شمالغرب و غرب، پژوهشگاه بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی. * (مسوول مکاتبات)

[3]- Assistant Professor, Department of Biology, Azarbaijan Shahid Madani University, Tabriz, Iran

[4]- Associate Professor, Department of Food Biotechnology, Branch for Northwest & West region, Agricultural Biotechnology Research Institute of Iran, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Tabriz, Iran. * (Corresponding Author)

[5]- Chlorophyta

[6]- Clamidomonas

[7]- Dunaliellacea

  1. Ben-Amotz, A., Polle, J.E., and Rao, D.S., 2009. The alga Dunaliella: biodiversity, physiology, genomics and biotechnology (Science Publishers Enfield, New Hampshire, United States of America). Cambridge.
  2. Oren, A., 2014. The ecology of Dunaliella in high-salt environments. Journal of Biological Research-Thessaloniki, 21:1-8.
  3. Zarandi-Miandoab, L., 2015. The effects of some abiotic factors on function of key genes in carotenoid biosynthesis pathway in Dunaliella salina. PhD thesis in Biology­(Plant Phisiology), Golestan University, Faculty of Sciences, pp: 7-8.­(In Persian) 
  4. Ghahraman, B. Taghvaeian, S., 2010. Investigation of annual rainfall trends in Iran. Journal of Agricultural Science and Technology, 10:93-97.
  5. Aghanabati, A., 2004. Geology of Iran, Geological Survey of Iran, 622 p. (In Persian) 
  6. Iranian National Institute for Oceanography and Atmospheric Science (INIOAS), http://www.inio.ac.ir/default.aspx?tabid=2144. (In Persian) 
  7. Barra, L. Chandrasekaran, R. Corato F. and Brunet C., 2014. The challenge of ecophysiological biodiversity for biotechnological applications of marine microalgae. Marine drugs, 12: 1641-1675.
  8. Zarandi-Miandoab, L. Hejazi, M.A. Bagherieh-Najjar, M.B. Chaparzadeh, N., 2015. Light intensity effects on some molecular and biochemical characteristics of Dunaliella salina. Iranian Journal of Plant Physiology, 5: 1311-1321.
  9. Hejazi, M., and Wijffels, R., 2003. Effect of light intensity on β-carotene production and extraction by Dunaliella salina in two-phase bioreactors. Biomolecular Engineering,20: 171-175.
  10. Schoen, M., 1988. Cell counting In  Dunaliella: Experimental phycology (eds. Labban, C., Chapnoon, D., and Kermer, B. P.). Cambridge University press. Cambridge.
  11. Lichtenthaler, H.K., and Buschmann, C., 2001. Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and Characterization by UV VIS Spectroscopy. Methods in Enzymology, 148: 349–382.
  12. Harris, G., 2012. Phytoplankton ecology: structure, function and fluctuation, Springer Science and Business Media.
  13. Smayda, T. J., 1978. From phytoplankters to biomass. Phytoplankton Manual. Unesco, Paris: 273-279.
  14. Wright, S. W.,  Jeffrey S. W and Mantoura, R. F. C., 2005. Phytoplankton pigments in oceanography: guidelines to modern methods, Unesco Pub.
  15. Soltani, N. Shokravi, Sh. and Fotovat, A., 2004. Isolation, identification and environmental studies of green algae Dunaliella species. Jihade Daneshgahi Research Project Database (SID), https://www.sid.ir/fa/Plan/ViewPaper.aspx?ID=122. (In Persian) 
  16. Felip, M. and Catalan J., 2000. The relationship between phytoplankton biovolume and chlorophyll in a deep oligotrophic lake: decoupling in their spatial and temporal maxima. Journal of Plankton Research, 22: 91-106.
  17. Huot, Y., M. Babin, F. Bruyant, C. Grob, M. Twardowski and H. Claustre., 2007. Does chlorophyll a provide the best index of phytoplankton biomass for primary productivity studies? Biogeosciences discussions, 4: 707-745.
  18. Madadkar Haghjou, M., 2013. Comparative study of some physiological characteristics (chlorophyll content, photosynthetic activity…) in selection of Dunaliella sp. strains (isolated from iranian waters). Journal of Cell & Tissue, 4: 85-102. (In Persian) 
  19. Arun, N. and Singh D., 2013. Differential response of Dunaliella salina and Dunaliella tertiolecta isolated from brines of Sambhar Salt Lake of Rajasthan (India) to salinities: a study on growth, pigment and glycerol synthesis. Journal of the Marine Biological Association of India, 55: 65-70.
  20. Baker, N. R., Davies W. and Ong C. K., 1985. Control of leaf growth, CUP Archive.
  21. Tanaka, R. and Tanaka A., 2000. Chlorophyll b is not just an accessory pigment but a regulator of the photosynthetic antenna. Porphyrins, 9: 240-245.
  22. Alvarado, C., Álvarez, P. Puerto, M. Gausserès, N. Jiménez L. and De la Fuente M., 2006. Dietary supplementation with antioxidants improves functions and decreases oxidative stress of leukocytes from prematurely aging mice. Nutrition, 22: 767-777.
  23. Guendouz, A. and Maamari K., 2012. Grain-filling, chlorophyll content in relation with grain yield component of durum wheat in a Mediterranean environment. African Crop Science Journal, 20:31-37
  24. Marini, R. P., 1986. Do net gas exchange rates of green and red peach leaves differ? HortScience. 21: 118-120.